常染色体显性多囊肾病（ADPKD）是最常见的遗传性肾脏疾病，全球受累人群约1200万，年发病率约为每10万人2.5例^[1]。该病以肾脏中囊肿进行性形成与增大为特征，最终导致肾脏体积显著增加及肾功能逐步丧失，进展为终末期肾病。ADPKD在所有终末期肾病病因中约占5–10%，是继糖尿病、高血压和肾小球肾炎之后的第四大常见原因^[2]。尽管患者多因肾脏症状就诊，但ADPKD实为一种全身性疾病，常伴有肝囊肿、颅内动脉瘤、心脏瓣膜异常等多种肾外表现，增加了疾病管理的复杂性^[3]。目前，针对具有快速进展风险的患者，托伐普坦（一种血管加压素V2受体拮抗剂）是美国食品药品监督管理局（FDA）批准的唯一可延缓疾病进展的修饰治疗药物^[4]，但其长期使用可能引起口渴、多尿及肝功能损伤等副作用。

ADPKD患者通常存在PKD1（编码多囊蛋白1，PC1）和PKD2（编码多囊蛋白2，PC2）基因突变，分别约占病例的78%和15%^[5]。PC1是一种具有多个结构域的膜蛋白，参与细胞间相互作用并调控与细胞增殖相关的细胞内信号通路。PC1可与PKD2基因编码的多囊蛋白2（PC2）形成复合物，该复合物主要定位于初级纤毛。PKD1的致病性变异会导致PC1功能异常或表达缺失^[6]，进而破坏PC1-PC2复合物的正常组装，引起细胞内钙离子水平降低、cAMP水平升高及蛋白激酶A（PKA）激活等一系列下游信号紊乱^[7]。这些异常促进细胞增殖、囊液分泌、间质炎症和纤维化，最终共同导致肾囊肿形成、正常肾实质受损，并进展为肾功能衰竭^[8]。

图1 ADPKD的疾病进展^[9]

基于PKD1和PKD2基因工程的啮齿动物模型是研究ADPKD病理生理机制和进行药物筛选的首选(图2)。

图2 ADPKD啮齿类模型示意图^[10]

自发突变或通过传统基因工程技术直接靶向Pkd1或Pkd2基因构建的模型存在局限性：纯合敲除常导致胚胎致死，而杂合子模型表型轻微，难以模拟人类ADPKD的进行性病程^[11]。为更贴近疾病进展特征，研究人员开发了基因剂量模型，例如携带低效等位基因的Pkd1RC/RC小鼠，其功能性多囊蛋白‑1水平显著降低，可实现缓慢进展的囊肿性疾病表型。为克服纯合突变的胚胎致死性并实现在特定组织或发育阶段研究基因功能，研究者进一步利用Cre‑loxP重组系统构建了多种条件性Pkd1和Pkd2敲除模型（图3）。在这些模型中，基因缺失仅发生在由组织特异性启动子驱动Cre重组酶表达的组织或细胞类型中，从而实现了基因操作的时空特异性。

图3 利用Cre–loxP重组系统实现的Pkd1组织特异性敲除^[12]

基于上述研究背景与技术体系，南模生物成功构建了Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2诱导型条件性敲除小鼠模型。该模型通过将Pkd1-flox小鼠与他莫昔芬（Tamoxifen）诱导的肾脏特异性Cre工具鼠杂交获得。小鼠在出生25天后接受他莫昔芬诱导，可实现肾脏组织中Pkd1基因的特异性敲除。诱导后4周，模型小鼠即出现尿微量白蛋白（mALB）和尿白蛋白/肌酐比值（UACR）显著升高，提示早期肾损伤；至诱导后12周，进一步观察到血液生化指标异常及明显的肾脏病理表型改变及多种肾外表现，较好地模拟了ADPKD的疾病进程。

他莫昔芬诱导4周后，Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2小鼠的尿微量白蛋白和尿白蛋白/肌酐比值显著升高。

图4 Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2与野生型小鼠尿生化指标对比

他莫昔芬诱导12周后，雄性Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2小鼠的血清尿素和肌酐水平显著升高。

图5 Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2与野生型小鼠血清尿素和肌酐指标对比

诱导后12周，Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2小鼠的肾脏体积和重量均观察到显著增加。

图6 Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2与野生型小鼠肾脏体积和重量对比

在他莫昔芬诱导的 Pkd1Flox/Flox;Cdh16−CreERT2小鼠模型中，可观察到多器官的进行性病理损伤，且雄性表型更为显著。

图7 Pkd1-Flox/Cdh16-CreERT2与野生型小鼠病理表型对比

注：囊肿（↑）、纤维化（↑）、炎性细胞浸润（↑）。比例尺=200 μm。

[1] Chebib FT, Torres VE.. Autosomal dominant polycystic kidney disease: core curriculum 2016. Am J Kidney Dis. 2016;67(5):792–810. doi: 10.1053/j.ajkd.2015.07.037.

[2] Chapman AB, Devuyst O, Eckardt K-U, et al. Autosomal-dominant polycystic kidney disease (ADPKD): executive summary from a Kidney Disease: improving Global Outcomes (KDIGO) Controversies Conference. Kidney Int. 2015;88(1):17–27. doi: 10.1038/ki.2015.59.

[3] Pirson Y. Extrarenal manifestations of autosomal dominant polycystic kidney disease. Adv Chronic Kidney Dis. 2010;17:173–180. doi: 10.1053/j.ackd.2010.01.003

[4] Chebib FT, Torres VE.. Assessing risk of rapid progression in autosomal dominant polycystic kidney disease and special considerations for disease-modifying therapy. Am J Kidney Dis. 2021;78(2):282–292. doi: 10.1053/j.ajkd.2020.12.020.

[5] Lanktree, M.B.; Haghighi, A.; Guiard, E.; Iliuta, I.-A.; Song, X.; Harris, P.C.; Paterson, A.D.; Pei, Y. Prevalence Estimates of Polycystic Kidney and Liver Disease by Population Sequencing. J. Am. Soc. Nephrol. 2018, 29, 2593–2600.

[6] Su Q, Hu F, Ge X, et al. Structure of the human PKD1-PKD2 complex. Science. 2018;361(6406):eaat9819. doi: 10.1126/science.aat9819.

[7] Grantham JJ, Mulamalla S, Swenson-Fields KI.. Why kidneys fail in autosomal dominant polycystic kidney disease. Nat Rev Nephrol. 2011;7(10):556–566. doi: 10.1038/nrneph.2011.109

[8] Scholz JK, Kraus A, Lüder D, et al. Loss of Polycystin-1 causes cAMP-dependent switch from tubule to cyst formation. iScience. 2022;25(6):104359. doi: 10.1016/j.isci.2022.104359.

[9] Translational research in ADPKD: lessons from animal models

[10] Sieben CJ, Harris PC. Experimental Models of Polycystic Kidney Disease: Applications and Therapeutic Testing. Kidney360. 2023 Aug 1;4(8):1155-1173.

[11] Happé, H.; Peters, D.J.M. Translational research in ADPKD: Lessons from animal models. Nat. Rev. Nephrol. 2014, 10, 587–601.

[12] Translational research in ADPKD: lessons from animal models

关于我们